Tincion de ziehl
Tincion de ziehl gy isaac1828ss 16, 2011 5 Tinción de Ziehl Neelsen La tinción de Ziehl-NeeIsen (BAAR) es una técnica de tinción diferencial rápida y económica, para la identificación de microorganismos patógenos, por ejemplo M. tuberculosis. Fue descrita por primera vez por dos médicos alemanes, Franz Ziehl, un bacteriólogo yFriedrich Neelsen, un patólogo. Esta técnica puede realizarse tanto en muestras histológicas como citológicas. Variante histológica Para demostrar la presencia de BAAR en cortes de tejido en parafina.
Los reactivos necesarios para su realización son los siguientes: ?cido periódico 58% 1. carbol fucsina de Ziehl fucsina fenicada). Preparar mezclando en el ord 0,5 g fucsina básica 1 . 50 cc agua des ors to View nut*ge da 2. 5 cc etanol abs 1 . 28,5 g cristales de fenol derretidos 2. hematoxilina 3. alcohol ácido 1%: 2. alcohol de 350 3. ácido clorhídrico El procedimiento es el siguiente: desparafinar e hidratar los cortes 2. ácido periódico 5%, 10 min . lavar con agua destilada 4. fucsina fenicada, 15 min 5. decolorar en alcohol ácido al 50% 6. lavar con agua destilada 7. ematoxilina, 10 min 8. azulidlficar con, por ejemplo, carbonato de litio rotis quede adherido al portaobjetos. Un frotis muy delgado puede darle resultados falsamente negativos y un frotis muy grueso puede desprenderse del portaobjetos durante la tinción. 2. Utilizando pinzas, coloque los portaobjetos en una gradilla de tinción con los extendidos hacia arriba. Nunca tiña más de 12 portaobjetos a la vez. 2. Dejar el frotis sobre el puente de tinción. 3. Aplicar fucsina-fenicada. 3. Deje que el colorante permanezca sobre los portaobjetos durante 5 minutos. Mantenga el calor durante este período. 4.
Calentar con un mechero hasta la emisión de vapores (3-5 minutos). . Se requiere el tiempo adecuado para que la fucsina fenicada penetre y tiña la pared celular de la bacteria. No deje que hierva o se seque el colorante. 5. Lave suavemente el colorante de cada portaobjetos con agua corriente fría hasta que toda la tinción libre quede lavada. Lave suavemente de manera que el extendido no se barra del portaobjetos. Retire el exceso de agua. 5. Decolorar con alcohol-ácido. 6. Cubra cada portaobjetos con la solución decolorante, tal como alcohol ácido y manténgalo sobre el portaobjetos durante 7 minutos.
Si no se decolora suficientemente, el contenido el esputo que no son bacilos TBC puede permanecer teñido. Enjuague con agua una vez más los portaobjetos y quite el exceso de agua. Si los portaobjetos aún están rosa, aplique una cantidad adicional de la solución decolorante de 1 a 3 minutos. 6. Aplicar azul de metileno (1 minuto). 7. Aplique la solución de contraste, azul de metileno, durante 1 minuto. 7. Enjuagar con agua RI_IFS Aplique la solución de contraste, azul de metileno, durante 1 minuto. 8.
Vuelva a enjuagar con un leve chorro de agua e incline cada portaobjetos hasta drenar el exceso de agua. Finalmente, coloque ada portaobjetos en una gradilla a que sequen al aire. 8. Ahora coloquele una pequeñita gota de aceite de inmersión y haga la observación al microscopio con 100 x 100 o en «fr(o» 1. Hacer un frotis. 2. Dejarlo en el puente de tinción. 3. Aplicar fucsina-fenicada (solución con fenol y mayor concentraclón de fucsina). 4. Dejar en vasos coplin durante 20 minutos. 5. Decolorar con alcohol acido. 6. Lavar con agua del grifo. 7.
Contrastar con azul de metileno Tinción de Gram La tinción de Gram o coloración de Gram es un tipo de tinción diferencialempleado en microbiología para la visualización e bacterias, sobre todo en muestras clínicas. Debe su nombre albacteriólogo danés Christian Gram, que desarrolló la técnica en 1884. Se utiliza tanto para poder referirse a la morfología celular bacteriana como para poder realizar una primera aproximación a la diferenciación bacteriana, considerándose Bacteria Gram positiva a las bacterias que se visualizan de color moradas y Bacteria Gram negativa a las que se visualizan de color rosa o rojo o grosella. Recoger muestras. * Hacer el extendido en espiral. * Dejar secar a temperatura ambiente. ‘k Fijar la muestra con metanol durante un minuto o al calor flameado 3 veces aprox. ) * Agregar azul violeta (cri violeta de genciana) y 31_1fS esperar 1 min. Todas las c ositivas V violeta (cristal violeta o violeta de genciana) y esperar 1 min. Todas las células gram positivas y gram negativas se tiñen de color azul-purpura. Enjuagar con agua. * Agregar lugol y esperar entre 1 minuto. Agregar acetona y/o alcohol y esperar 4 segundos (parte critica de la coloracion) * Enjuagar con agua. * Tinción de contraste agregando safranina ofucsina básica y esperar 1-2 min Este tinte dejará de color rosado-rojizo las bacterias Gram negativas. Para observar al microscopio óptico es conveniente hacerlo a 100x con aceite de inmersión. Tinción de Giemsa La tinción de Giemsa es un método habitual para el examen de frotis sanguíneos, cortes histológicos y otro tipo de muestras biológicas.
Este método tiene utilidad sobre todo para poner de manifiesto las ricketsias localizadas dentro de la célula huéspedes. La coloración de giemsa se emplea también para teñir frotis de sangre en el examen para protozoos. Se puede emplear, como variaciones, otras coloraciones como es la técnica de citoconcentración para parásitos sanguíneos, la cual iene un bajo coste y ofrece la posibilidad de aislar e identificar en el mismo sedimento el parásito principal, con excepción de los trofozoitos jóvenes y el plasmodium falciparum.
También se emplea la modificación de Wright. Este método de tinción permite también la tinción diferencial de zonas con un alto contenido de ADN, y concretamente de uniones A-T. Esto permite distinguir perfectamente en microscopio óptico el núcleo celular, los cromosomas durante la mitosis, y en algunos casos, inclus 406 S microscopio óptico el núcleo celular, los cromosomas durante la mitosis, y en algunos casos, incluso el ADN mitocondrial kinetoplasto de algunos protozoos, comoTrypanosoma).
Los cromosomas pueden ser tratados con varios compuestos químicos que producen la alternancia de bandas claras y oscuras a lo largo de los cromosomas. Cada cromosoma tiene un patrón de bandas característico, permitiendo que aberraciones estructurales como borrados, duplicaciones o sutiles translocaciones sean detectadas, al igual que permite la identificación de cromosomas marcadores. Preparación de la muestra para muestras histológicas, los mejores resultados se obtienen en muestras fijadas con formol, incluidas en parafina y cortadas ntre 3 y 6 micras.
Procedimiento 1. Desparafinar e hidratar. 2. Aplicar solución de trabajo de Giemsa durante 10 minutos. 3. Deshidratar con alcohol absoluto, 3 cambios. 4. Aclarar con xilol, 3 cambios. Resultados 1. Citoplasma: rosa 2. Núcleos: azul 3. Eritrocitos: rosa – naranja 4. Gránulos de las células cebadas: púrpura 5. Bacterias: azul 6. Parásitos: azul Variantes Esta técnica presenta multitud de variantes, pero las diferencias se basan en el empleo o no de diferenciador, el tiempo de permanencia del colorante, el uso de alcoholes en diferente graduación, etc. SÜFS
